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Nov 10, 2023

una lignina

Nature Communications volumen 14, Número de artículo: 4866 (2023) Cite este artículo 3458 Accesos 5 Detalles de Altmetric Metrics La industria de la biorrefinería lignocelulósica puede ser un contribuyente importante a

Nature Communications volumen 14, número de artículo: 4866 (2023) Citar este artículo

3458 Accesos

5 altmétrico

Detalles de métricas

La industria de la biorrefinería lignocelulósica puede ser un contribuyente importante para lograr los objetivos globales de carbono neto cero. Sin embargo, la baja valorización de la lignina residual limita gravemente la sostenibilidad de las biorrefinerías. Utilizando una reacción hidrotermal, hemos convertido la lignina de ácido sulfúrico (SAL) en una SAL hidrotermal soluble en agua (HSAL). Aquí, mostramos la mejora de HSAL en la biodisponibilidad y el crecimiento de los nutrientes de las plantas a través de su capacidad quelante de metales. Caracterizamos la alta proporción de grupos hidroxilo fenólicos a grupos metoxi de HSAL y su capacidad para quelar iones metálicos. La aplicación de HSAL promueve significativamente la longitud de las raíces y el crecimiento de las plantas de especies de plantas monocotiledóneas y dicotiledóneas debido a la mejora de la biodisponibilidad de los nutrientes. El aumento de la biodisponibilidad del hierro mediado por HSAL es comparable al conocido quelante de metales ácido etilendiaminotetraacético. Por lo tanto, HSAL promete ser un quelante de nutrientes sostenible para proporcionar una vía atractiva para la utilización sostenible de la lignina residual de la industria de la biorrefinería.

El sector de las refinerías de biomasa representa un componente importante de una bioeconomía sostenible y se ha desarrollado rápidamente1. La biomasa lignocelulósica se considera una biomasa ideal para refinar materia prima para biocombustibles y otros productos, ya que el rendimiento anual de alrededor de 200 mil millones de toneladas no representa competencia para la alimentación humana o animal2. La lignina representa entre el 15% y el 40% del carbono total contenido en la biomasa de lignocelulosa3. La lignina también constituye la mayor fuente de polímeros aromáticos naturales y alberga un gran potencial como material de partida para muchos productos de base biológica4. Sin embargo, debido a su estructura química heterogénea con enlaces complejos y variables, la lignina generalmente se considera un factor de interferencia desfavorable y se descarga como un producto de desecho del sistema de biorrefinación5. Además, la mayor parte de la lignina no se aísla sino que se quema in situ, lo que genera la emisión de carbono más importante procedente del refinado de biomasa lignocelulósica6. Para superar esta ineficiencia en la industria de refinación de biomasa, se han desarrollado una variedad de tecnologías, que incluyen pirólisis, hidrogenólisis catalizada por bases o ácidos y oxidación, para la valorización de la lignina. Los productos actuales de valorización de la lignina incluyen fibras de carbono de bajo costo, plásticos de origen vegetal, combustibles fungibles y productos químicos básicos6. Sin embargo, estos materiales derivados de la lignina sólo representan aproximadamente el 2% de la lignina industrial total (50 millones de toneladas) y difícilmente podrán hacer frente al volumen de lignina industrial en rápido aumento7. Sin una ruta sostenible para la utilización de esta lignina industrial, la industria de refinación de biomasa seguirá siendo una fuente considerable de emisiones y desechos de CO2, al tiempo que perderá la valorización de una cantidad sustancial de lignina8.

El hambre oculta o la desnutrición de micronutrientes afecta aproximadamente a un tercio de la población mundial. Esto se debe principalmente a la insuficiencia de micronutrientes como hierro, calcio y zinc en los cultivos básicos ricos en calorías que estas personas consumen principalmente9. Un enfoque fundamental para reducir el hambre oculta es aumentar los micronutrientes en estos cultivos básicos a través de tecnologías agrícolas o biofortificación10. La deficiencia de hierro representa una de las principales causas del hambre oculta11. Esto se debe a la baja biodisponibilidad del hierro en los suelos alcalinos, que representan entre el 25% y el 40% de la superficie de tierra cultivable, ya que la baja biodisponibilidad del hierro en los suelos no sólo reduce gravemente el rendimiento de los cultivos sino que también limita el posible aumento de la acumulación de hierro en los cultivos alimentarios12. La deficiencia de micronutrientes en los cultivos alimentarios se está volviendo más grave debido al aporte excesivo de macronutrientes como nitrógeno y fosfato y al aumento de los niveles de CO2 atmosférico13. Para contrarrestar esto, se pueden utilizar compuestos químicos como el ácido etilendiaminotetraacético (EDTA) como aditivos fertilizantes para mejorar eficazmente la biodisponibilidad de los iones metálicos y elevar la acumulación de nutrientes metálicos en los cultivos alimentarios14. Sin embargo, estos aditivos fertilizantes son costosos y pueden causar daños ambientales importantes, ya que no son biodegradables y, por tanto, provocan contaminación por metales pesados15. La lignina tiene varios grupos funcionales activos, incluidos grupos hidroxilo alifático, carbonilo e hidroxilo fenólico, así como un par de electrones no compartido en el átomo de oxígeno, todos los cuales están implicados en la quelación de iones metálicos. Los compuestos naturales derivados de la lignina son la mayor fuente de suministro de sustancias húmicas16. Las sustancias húmicas del suelo son quelatos naturales que aumentan la biodisponibilidad de los nutrientes metálicos y contribuyen a evitar los fenotipos de deficiencia de nutrientes metálicos en las plantas17. El lignosulfonato también se ha utilizado para sintetizar lignosulfonato-hierro18. En conjunto, esto indica que los materiales derivados de la lignina tienen el potencial de usarse como quelantes de metales y mejorar la biodisponibilidad de los nutrientes. Sin embargo, la adición de lignina industrial a los fertilizantes no llamó mucho la atención en el campo de la valorización de la lignina19.

La hidrólisis del ácido sulfúrico y la hidrólisis enzimática son dos estrategias principales para producir monosacáridos en biorrefinerías comerciales20. La lignina de ácido sulfúrico (SAL, generada a partir de la hidrólisis del ácido sulfúrico) y la lignina de hidrólisis enzimática (generada a partir de hidrólisis mediada por enzimas) son los principales subproductos de lignina de la biorrefinería21. Ambos tipos de lignina muestran muy baja solubilidad tanto en agua como en disolventes orgánicos debido a sus altos pesos moleculares y estructuras altamente condensadas22 (esto es más fuerte en SAL debido a las reacciones de repolimerización y condensación). Esto limita la valorización de la lignina residual y restringe el desarrollo sostenible de la biorrefinería lignocelulósica23,24. Por lo tanto, SAL representa una porción residual de lignina insoluble en ácido obtenida de la conversión de polisacáridos de biomasa lignocelulósica mediante la realización de acidólisis utilizando ácido sulfúrico concentrado25. En un estudio anterior, convertimos SAL de alta pureza preparada mediante el método Klason para simular SAL industrial, en fragmentos de lignina solubles en agua llamados lignina de ácido sulfúrico hidrotermal (HSAL) mediante el uso de una reacción hidrotermal alcalina26. Aquí, demostramos que esta reacción hidrotermal no solo despolimerizó la SAL, sino que también redujo fuertemente los grupos metoxi y aumentó la porción de grupos hidroxilo fenólicos de la lignina, confiriendo una importante capacidad quelante de iones metálicos a HASL. Descubrimos que la adición de HSAL a suelos y medios de crecimiento bajos en nutrientes podría promover significativamente el crecimiento de especies de plantas monocotiledóneas y dicotiledóneas, incluidos arroz, maíz y Arabidopsis thaliana. Combinando enfoques transcriptómicos, genéticos y fisiológicos, encontramos que la promoción de HSAL en el crecimiento de las raíces se debe principalmente a la mejora de la biodisponibilidad de los nutrientes metálicos. El aumento de la biodisponibilidad del hierro mediado por HSAL es comparable al conocido pero no biodegradable quelante de metales EDTA. Por lo tanto, HSAL puede servir como un quelante de metales sostenible prometedor para reemplazar a los agentes quelantes sintéticos, y promete no sólo promover la rentabilidad y la sostenibilidad de las biorrefinerías sino también secuestrar más carbono en el subsuelo en el futuro.

Convertimos SAL en una mezcla en forma líquida mediante el uso de una reacción hidrotermal alcalina a 280 ° C durante 2 h con una cantidad igual de NaOH. Después de retirar los reactivos inorgánicos y filtrar con un tubo de celulosa con un límite de peso molecular de 3500, la forma líquida de la SAL (HSAL) tratada hidrotermalmente se recogió y se liofilizó hasta obtener un polvo26. Como se esperaba, el polvo de HSAL se puede disolver completamente a temperatura ambiente en agua neutra (la solubilidad es de aproximadamente 3 gramos por 100 ml) (Fig. 1a).

a Síntesis de HSAL. Durante la hidrólisis ácida de la biomasa lignocelulósica, la lignina de ácido sulfúrico (SAL, el rendimiento fue del 35,2% en peso basado en la biomasa lignocelulósica) se convirtió en un material de lignina soluble en agua HSAL (el rendimiento fue del 46,7% en peso basado en SAL) con una reacción hidrotermal suave. b, los espectros de espectroscopía infrarroja por transformada de Fourier (FT-IR) mostraron la diferencia de grupos metoxi y grupos hidroxi entre SAL y HSAL. La estrella roja indica la absorción de grupos metoxi a 1465 cm-1; el área azul indica la absorción de grupos hidroxi entre 3200 y 3500 cm-1. c Contenido de grupos metoxi en SAL y HSAL. d Medición de grupos hidroxi fenólicos y grupos hidroxi alcohólicos de HSAL mediante espectros de resonancia magnética nuclear (RMN). e Cuantificación del contenido de grupos hidroxi de HSAL en d. f Cuantificación del contenido de grupos hidroxi de SAL. P-OH, grupo hidroxilo fenólico; A-OH, grupo hidroxi alcohólico. g Diagrama modelo de unidades estructurales de monómero de lignina durante la síntesis de HSAL con el cambio de grupos metoxi y grupos hidroxi fenólicos. Los gráficos representan la media y la desviación estándar (barras de error) y puntos de datos individuales. Las diferencias estadísticamente significativas entre las medias se analizaron con la prueba t de Student (n = 3 experimentos independientes) en (c, e, f).

La solubilidad en agua de la lignina depende del grado de despolimerización, demetoxi, contenido de hidroxilo fenólico y grupos carboxilo27. Dado que los grupos carboxilo experimentan una reacción de descarboxilación intensa y completa bajo esta reacción hidrotermal28, los grupos carboxilo pueden ignorarse en HSAL22. En estudios previos, hemos demostrado que esta reacción hidrotermal puede escindir enlaces carbono-oxígeno-carbono, enlaces carbono-carbono y enlaces alquilaril-éter de la estructura del núcleo aromático mediante el uso de compuestos modelo de lignina oligomérica con enlace β-O-422 y compuestos poliméricos. compuestos modelo de lignina29. Este hallazgo fue respaldado en parte por la reducción del peso molecular promedio de 57 KDa de SAL a 7,5 KDa de HSAL. Este resultado sugirió que la reacción hidrotermal corta efectivamente los enlaces carbono-oxígeno-carbono y los enlaces carbono-carbono que conectan los monómeros de lignina para aumentar la despolimerización de SAL. Para comprender el efecto general de la reacción hidrotermal sobre los grupos funcionales de SAL, se empleó espectroscopía infrarroja por transformada de Fourier (FT-IR) para comparar los grupos funcionales entre SAL y HSAL. Los espectros FT-IR mostraron que, en comparación con SAL, la absorción de grupos metoxi a 1465 cm-1 disminuyó en HSAL, mientras que la absorción de grupos hidroxi a 3200-3500 cm-1 aumentó considerablemente en HSAL (Fig. 1b). El análisis de cuantificación mostró que el contenido del grupo metoxi de HSAL fue de 1,91 mmol/g, mucho menos que 5,91 mmol/g en SAL (Fig. 1c). La cuantificación de los grupos hidroxi mostró que los hidroxilos fenólicos totales ascendieron a 2,20 mmol/g en SAL y aumentaron a 5,42 mmol/g en HSAL, mientras que la cantidad de grupos hidroxi alcohólicos se redujo considerablemente en HSAL en comparación con SAL (Fig. 1d-f y Figura complementaria 1). Consistentemente, la proporción de grupos metoxi por cien unidades de fenilpropano fue de 0,98 a 1,08 en SAL y se redujo a 0,32 a 0,35 en HSAL, mientras que la proporción de grupos hidroxilo fenólicos por cien unidades de fenilpropano de HSAL (0,9 a 0,99) fue mucho mayor que esa. de SAL (0,36–0,4) y lignina de madera blanda natural (0,15–0,30) (Fig. 1g). En conjunto, estos resultados apoyaron la idea de que la reacción hidrotermal no sólo rompe los enlaces carbono-oxígeno-carbono y los enlaces carbono-carbono entre los monómeros de lignina, sino que también escinde muy probablemente los enlaces alquil-aril éter de la estructura del núcleo aromático para reducir la metoxi. grupo y dejar vacantes las posiciones para los grupos hidroxilo fenólicos, lo que conduce a la solubilidad en agua de HSAL.

La mayor proporción de grupos hidroxilo fenólicos a grupos metoxi de unidades de monómero HSAL se asemeja a la estructura de sustancias húmicas que pueden actuar como quelantes de nutrientes naturales30. Esto nos llevó a probar la capacidad de HSAL para la quelación de metales. Preparamos diferentes complejos quelantes para HSAL con FeSO4, FeCl3 y CaCl2 respectivamente. A diferencia de la estructura suelta porosa de HSAL, el complejo quelado de HSAL con FeSO4 mostró una textura arenosa fina, mientras que los complejos quelados de HSAL con FeCl3 y CaCl2 mostraron un aspecto más esponjoso (Fig. 2a). El cambio morfológico de estos complejos quelados sugirió la quelación exitosa de HSAL con compuestos metálicos. También realizamos análisis elementales de HSAL y complejos HSAL-metal. Los resultados mostraron que el contenido de hierro es claramente mayor en HSAL-FeSO4 y HSAL-FeCl3, mientras que el contenido de calcio también es mucho mayor en HSAL-CaCl2 en comparación con HSAL (Tabla complementaria 1). Este resultado apoyó que HSAL puede quelar el hierro y el calcio.

a Imágenes representativas de HSAL en polvo y HSAL quelada con FeSO4, FeCl3 o CaCl2 respectivamente. b Espectrómetro fotoelectrónico de rayos X (XPS) de HSAL y HSAL quelado con FeSO4 o FeCl3. Las posiciones del pico Fe (2p1/2) y Fe (2p3/2) se ubicaron entre 723,3–723,9 eV y 709,7–710,6 eV respectivamente. c Espectros XPS de HSAL y HSAL quelados con CaCl2. Las posiciones de los picos de Ca (2p1/2) y Ca (2p3/2) fueron 349,5–350,0 eV y 346,5–347,0 eV respectivamente. d Comparaciones de espectros FT-IR de HSAL, HSAL quelada con FeSO4 o FeCl3. Los espectros FT-IR a 3360 cm-1 para la banda OH de HSAL se desplazaron a 3320 cm-1 y 3410 cm-1 para los complejos quelados de HSAL con FeSO4 y FeCl3 respectivamente. Dos bandas prominentes a 665 cm-1 y 1220 cm-1 para los complejos quelados de HSAL con FeSO4 y FeCl3 correspondían a las vibraciones de estiramiento de Fe-O y C-O del estiramiento de guaiacol, respectivamente. e Comparaciones de espectros FT-IR de HSAL y HSAL quelados con CaCl2. Los espectros FT-IR de la banda OH a 3360 cm-1 para HSAL se desplazaron a 3400 cm-1 para los complejos quelados de HSAL con CaCl2. Es probable que se asignaran dos nuevas bandas a 1200 cm-1 y 3640 cm-1 al C-O del estiramiento de guayacol y al estiramiento de hidróxido de calcio, respectivamente. f Comparaciones de la capacidad quelante de metales de HSAL y EDTA mediante análisis de titulación complexométrica. Los gráficos representan la media y la desviación estándar (barras de error). Las diferencias estadísticamente significativas entre las medias se analizaron con la prueba t de Student (n = 3 experimentos independientes).

Investigamos más a fondo la composición de los elementos y el estado de valencia de los elementos de HSAL y los complejos quelados de HSAL con diferentes compuestos metálicos utilizando un espectrómetro de fotoelectrones de rayos X (XPS) basado en la energía de enlace específica. La energía de unión del Fe(2p3/2) del FeSO4 está entre 711,9 y 712,3 eV, mientras que la del Fe(2p3/2) del FeCl3 es de alrededor de 711,0–711,5 eV31. Como se muestra en la Fig. 2b, el pico de Fe 2p para los complejos quelados de HSAL con FeSO4 y FeCl3 se desplazó a 709,7–710,6 eV y 723,3–723,9 eV, que correspondían a Fe (2p3/2) y Fe (2p1/2). respectivamente, mientras que no se detectó ningún pico correspondiente para HSAL. Estos resultados indican que HSAL queló con éxito FeCl3 y FeSO4. La energía de unión del Ca(2p3/2) del CaCl2 está entre 347,9 y 348,6 eV32. La energía de unión de Ca 2p para el complejo quelado de HSAL con CaCl2 se resolvió en dos picos principales a 346,5–347,0 eV y 349,5–350,0 eV, que correspondían a Ca(2p3/2) y Ca (2p1/2) respectivamente ( Figura 2c). Este resultado indicó que HSAL también puede quelarse exitosamente con CaCl2.

Para definir los grupos de HSAL involucrados en la quelación con metales, realizamos análisis de espectros FT-IR para HSAL y sus complejos quelados con FeCl3, FeSO4 y CaCl2 (Fig. 2d, e). El tramo OH (unido por H) de HSAL fue de 3360 cm-1, mientras que se desplazó a 3320 cm-1 y 3410 cm-1 para los complejos quelados de HSAL con FeSO4 y FeCl3 (Fig. 2d). Además, se observaron dos nuevas bandas para cada complejo quelado de HSAL con FeSO4 y FeCl3 a 665 cm-1 y 1220 cm-1, que corresponden a las vibraciones de estiramiento de Fe-O y al enlace C-O del estiramiento de guayacol, respectivamente. Dado que el enlace C-O de la estructura del guayacol provino principalmente de grupos hidroxilo fenólicos en HSAL, los grupos hidroxilo fenólicos probablemente sirvieron como los principales sitios quelantes para la unión de HSAL con hierro férrico. En el complejo quelado de HSAL con CaCl2, la banda de vibración de estiramiento de OH (unida a H) se desplazó de 3360 cm-1 a 3400 cm-1 (Fig. 2e). Además, en el complejo quelado de HSAL con CaCl2, se observaron dos nuevos enlaces en el espectro FT-IR alrededor de 1200 cm-1 y 3640 cm-1, que probablemente pueden asignarse al C-O del estiramiento de guaiacol y al O –Enlaces H (hidroxilo libre) del hidróxido de calcio33 debido a que el cloruro de calcio combina el hidróxido restante en los complejos quelados, respectivamente. Estos resultados demostraron que el enlace O – H es importante para que HSAL quelate con FeSO4, FeCl3 y CaCl2, mientras que el enlace C – O proporcionado por el grupo hidroxilo fenólico parece más específico para la quelación de HSAL con FeCl3 y CaCl2. Para cuantificar la capacidad quelante de HSAL, medimos la capacidad de HSAL quelado con FeCl3 y CaCl2 mediante análisis de titulación quelatométrica y la comparamos con el conocido quelante EDTA. Los resultados indicaron que la capacidad de HSAL para quelar Fe3+ fue de 101,9 mg. g−1, ligeramente inferior al de EDTA (138,8 mg. g−1) (p = 9,3E-04). La capacidad de HSAL para quelar Ca2+ fue de 69,7 mg g-1, mientras que la del EDTA fue de 173,8 mg g-1 (Fig. 2f) (p = 3,0E-05). Como el peso molecular promedio de HSAL (7,5 kDa) es 25,6 veces mayor que el del EDTA, cantidades equimolares de HSAL pueden quelar más metales que el EDTA. En conjunto, estos resultados demostraron que HSAL tiene capacidad quelante de metales.

Dado que las fases inorgánicas podrían formar materiales híbridos cristalinos debido a la presencia de NaOH34,35 libre, tomamos HSAL y sus complejos quelados con FeCl3 como ejemplos para realizar análisis de difracción de rayos X en polvo (XRPD) y microscopio electrónico de transmisión-X dispersivo de energía. Análisis con espectrómetro de rayos (TEM-EDS) para examinar si los complejos quelantes de metales HSAL podrían formar materiales híbridos compuestos por HSAL y fases inorgánicas. Como se muestra en la figura complementaria 2a, la traza XRPD de HSAL y HSAL-FeCl3 mostró una cresta suave, lo que indica la naturaleza amorfa de HSAL y HSAL-FeCl3. Las imágenes TEM-EDS de los complejos HSAL y HSAL-FeCl3 no mostraron una distribución de agregación de puntos brillantes, lo que también respalda la naturaleza amorfa de los complejos HSAL y HSAL-FeCl3 (Figura complementaria 2b, c). En conjunto, estos resultados excluyen la posibilidad de que estos compuestos metálicos quelados formen cristales de óxido incrustados en la matriz polimérica de HSAL.

Los quelantes de metales, incluido el EDTA sintético y las sustancias húmicas naturales, se han asociado con un mayor crecimiento de las plantas en condiciones de escasez de nutrientes36. Para revelar un posible efecto positivo de HSAL en el crecimiento de las plantas, probamos el efecto de diferentes concentraciones de HSAL (control, 0,01%, 0,05% y 0,1%) en el crecimiento temprano de plántulas de arroz (Oryza sativa L. ssp. japonica cv . Nipponbare) cultivadas en agua sin nutrientes adicionales. Todos los tratamientos con HSAL durante 14 días después de la germinación condujeron a un aumento sustancial en la biomasa de raíces y brotes, y en la longitud de raíces y brotes en las plántulas de arroz (Fig. 3a-e). Los aumentos más pronunciados (un aumento de 2,39 veces en la longitud de la raíz (p <0,05); un aumento de 1,30 veces en la biomasa de la raíz (p <0,05) se observaron con una concentración de HSAL al 0,05% (Fig. 3b, c). Se observó un patrón similar de aumento de HSAL para el brote (Fig. 3d, e). Al medir la longitud de la raíz del arroz Nipponbare cultivado en condiciones de control o con 0,05% de HSAL cada día, encontramos que las diferencias en la longitud de la raíz entre el control y el 0,05% HSAL se pudo observar a partir de 3 días después de la germinación. Además, mientras que las raíces dejaron de crecer después de 7 días en la condición de control, continuaron creciendo con 0.05% HSAL (Fig. 3f). La promoción del crecimiento de los brotes con 0.05% HSAL fue detectable en un punto posterior al de la raíz (Fig. 3g). Se observó un patrón similar de promoción del crecimiento de HSAL en otros dos ecotipos de arroz que probamos (Oryza sativa L. japonica. var. Taichung 65 y Kasalath) (Figs. 3 y 4). Estos resultados indicaron que la promoción del crecimiento de las plantas mediada por HSAL es común en diferentes variedades de arroz.

a Imágenes representativas que muestran raíces de arroz (Oryza sativa Nipponbare) de plántulas tratadas con diferentes concentraciones de HSAL durante 14 días. b, c Cuantificación de la longitud de la raíz primaria by la biomasa total de la raíz c de las plántulas en a utilizando diagramas de caja y puntos de datos individuales. d, e Cuantificación de la longitud de los brotes d y la biomasa total de los brotes e de plántulas en a utilizando diagramas de caja y puntos de datos individuales. f, g Curva de crecimiento en la raíz f y el vástago g de Nipponbare entre los tratamientos control y HSAL al 0,05%. Los gráficos de líneas representan la media y la desviación estándar (barras de error). Las diferencias estadísticamente significativas entre las medias se analizaron con la prueba t de Student (*p < 0,05; **p < 0,01; ***p < 0,001; ****p < 0,0001) en f, g. h Imágenes representativas de plántulas de maíz cultivadas en suelo tratado con solución de control (- fertilizante), 0,4% de fertilizante (HYPONex), 0,4% de HSAL y 0,4% de HSAL + 0,4% de fertilizante, barras de escala = 10 cm. i, j Cuantificación de la longitud de la raíz primaria i y la biomasa total de la raíz j en h. k, l Cuantificación de la longitud de los brotes k y la biomasa total de los brotes l en h. Los cuadros representan el rango de percentil 25 al 75, las líneas blancas representan las medianas y los bigotes muestran el rango mínimo-máximo en b – e, i – l. Letras diferentes indican diferencias estadísticamente significativas según el análisis de ANOVA unidireccional y la prueba HSD de Tukey (p <0,05). El número (n) de plántulas que se muestra en la figura en b – g, i – l).

Para probar el efecto de HSAL en el crecimiento de otras especies de plantas, comparamos el crecimiento de plántulas de maíz (Zea mays L.) en el suelo comparando tratamientos con fertilizantes y HSAL (Fig. 3h). En comparación con las plántulas cultivadas en el suelo de control, la longitud de las raíces aumentó 1,41 veces (p < 0,05), 2,56 veces (p < 0,05), 2,80 veces (p < 0,05) con 0,4% de fertilizante, 0,4% de HSAL y la combinación de los tratamientos respectivamente (Fig. 3i). También se observó la promoción del crecimiento mediada por HSAL de plántulas de maíz para la biomasa de raíces, la longitud de los brotes y la biomasa de los brotes (Fig. 3j-l). En conjunto, nuestros resultados mostraron que el efecto de la promoción de HSAL sobre el crecimiento de las plantas se conserva entre diferentes especies.

Para dilucidar los mecanismos celulares subyacentes para la promoción del crecimiento de las raíces mediada por HSAL, analizamos el número de células, el tamaño y la longitud de las células en las puntas de las raíces de arroz en respuesta al tratamiento con HSAL al 0,05%. Como se muestra en la Figura complementaria 5a, el ancho de la raíz de arroz tratada con HSAL al 0,05% aumentó en comparación con el de las plántulas cultivadas en agua sin nutrientes adicionales y tratamiento con HSAL durante 7 días. El número total de células de la raíz (vista en sección transversal) con HSAL al 0,05% aumentó 1,42 veces (p = 6,8E-06) en comparación con el control (Figura complementaria 5b). Además, los diámetros de las células radiales aumentaron cuando se cultivaron en HSAL al 0,05% (Figura complementaria 5c). Sin embargo, la longitud de las células longitudinales en la zona madura de las raíces del arroz no cambió significativamente con el tratamiento con HSAL al 0,05% (Figura complementaria 5d). En general, estos resultados sugirieron que el aumento de HSAL en la longitud de la raíz del arroz se debe principalmente a un efecto de la proliferación celular más que al aumento de la longitud celular.

Para probar si la HSAL afecta la proliferación celular, utilizamos el tinte fluorescente 5-etinil-2'-desoxiuridina (EdU) que indica la presencia de células que sintetizan ADN. La microscopía confocal de los meristemas de la raíz de arroz mostró que la fluorescencia EdU del meristemo de la raíz fue similar entre el control y el 0,05% de HSAL cuando se cultivó en hidroponía durante 3 días. Sin embargo, 8 días después, la fluorescencia de EdU casi desapareció en los meristemas de las raíces de las plántulas sin tratamiento con HSAL, pero aún se detectó en un nivel alto en los meristemas de las raíces de las plántulas tratadas con HSAL al 0,05% (Figuras complementarias 5e-g). Esto sugirió que HSAL al 0,05% puede mantener la actividad de proliferación celular del meristemo de la raíz durante más tiempo, lo que es consistente con la diferencia en el crecimiento de las raíces después de 7 días de plantas de arroz de control y tratadas con HSAL (Fig. 3f). En conjunto, estos resultados respaldan la conclusión de que HSAL mantiene la proliferación celular y el crecimiento de las raíces en condiciones pobres en nutrientes donde, de otro modo, la proliferación y el crecimiento celular se detendrían.

Para identificar los procesos moleculares y biológicos a los que se dirige HSAL y que conducen a un mayor crecimiento de las raíces en ambientes pobres en nutrientes, realizamos un análisis de transcripción de todo el genoma de la punta de la raíz de plántulas de 7 días tratadas con o sin HSAL durante 12 h. usando RNA-seq (Fig. 4a). Este análisis identificó 956 genes regulados positivamente y 1112 genes regulados negativamente en respuesta al 0,05% de HSAL en las puntas de las raíces de arroz (tasa de descubrimiento falso (FDR) ≤ 0,05 y Log2 (cambio de pliegue) ≥ 1). Un análisis de enriquecimiento de ontología genética (GO) identificó varios procesos sobrepresentados entre los genes expresados ​​diferencialmente (DEG) que estaban relacionados con las paredes celulares, incluido el "proceso metabólico de la lignina", el "proceso biosintético de los ácidos grasos" y el "proceso metabólico de los carbohidratos" (Fig. 4b, c). Curiosamente, encontramos que varios elementos GO relacionados con el transporte y la función de nutrientes metálicos, como el "transporte transmembrana", el "transporte de oxígeno" y el "proceso biosintético de nicotianamina", también se enriquecieron significativamente (Fig. 4b, c). Se encontró un patrón similar de enriquecimiento de GO en los genes regulados positivamente (Figura complementaria 6a). En los genes regulados negativamente, el "transporte transmembrana" fue el único proceso GO enriquecido (Figura complementaria 6c). En la categoría de Función Molecular, la "unión de hemo" fue el elemento GO más significativamente enriquecido en todos los DEG o en los DEG regulados hacia arriba o hacia abajo (Fig. 4b, cy Fig. Suplementaria 6b, c). Estos resultados sugirieron que la biodisponibilidad del hierro, incluido el transporte de hierro y los procesos biológicos relacionados con el hierro, probablemente fue modulada por el tratamiento con HSAL a nivel molecular. Para respaldar esto, encontramos que la expresión de varios genes implicados en el transporte de hierro fue inducida significativamente por el tratamiento con HSAL (Fig. 4d). El cambio de expresión inducido por HSAL de los genes implicados en el transporte de hierro se confirmó además mediante un análisis cuantitativo de la reacción en cadena de la polimerasa en tiempo real (qRT-PCR) (Figura complementaria 6d) (p <0,05). Además, la "unión de cationes" también se enriqueció significativamente en todos los DEG o en los DEG regulados positivamente (Fig. 4c y Fig. complementaria 6b). En conjunto, el análisis transcripcional de todo el genoma nos llevó a plantear la hipótesis de que el tratamiento con HSAL podría mejorar la biodisponibilidad del hierro. Esta hipótesis era consistente con la función quelante de metales demostrada para HSAL (Fig. 2).

un gráfico de volcán de 2068 genes de expresión diferencial (DEG) significativos de puntas de raíces de arroz tratadas sin o con HSAL al 0,05 % durante 12 h; umbral de significancia: tasa de descubrimiento falso (FDR) ≤ 0,05 y Log2 (cambio de pliegue) ≥ 1. La lista de DEG se adjuntó en el conjunto de datos complementario 1. b, c Términos de ontología genética (GO) significativamente enriquecidos en proceso biológico by función molecular c categorías de estos DEG. El enriquecimiento de GO se llevó a cabo con el análisis de sobrerrepresentación. Los valores p se calcularon mediante comparación múltiple de distribución hipergeométrica seguida del ajuste de Benjamini-Hochberg. d Mapa de calor que muestra el patrón de expresión de genes relacionados con el transporte de hierro afectados por HSAL al 0,05%. e Imágenes representativas que muestran que HSAL al 0,05% rescata fenotipos de deficiencia de hierro en arroz Nipponbare. Las plántulas de arroz se cultivaron bajo deficiencia de hierro (EDTA-Fe(II) eliminado) y suficiente hierro (EDTA-Fe(II) 36 µM), y se trataron con o sin HSAL al 0,05% durante 10 días. f, g Diagramas de caja y diagramas de dispersión que muestran la longitud de la raíz f y la longitud del brote g de plántulas de arroz con y sin HSAL al 0,05%. Los cuadros representan el rango de percentil 25 al 75, las líneas blancas representan las medianas y los bigotes muestran el rango mínimo-máximo (n = 12 plántulas). h, i Contenido de hierro en las raíces hy brotes i de plántulas de arroz tras el tratamiento con HSAL al 0,05%. Los gráficos representan la media con la desviación estándar (barras de error) y puntos de datos individuales (n = 4 réplicas biológicas). Letras diferentes indican diferencias estadísticamente significativas basadas en ANOVA bidireccional y análisis de la prueba HSD de Tukey (p <0,05) en f – i.

Para probar esta hipótesis, cultivamos plántulas de arroz con el método hidropónico IRRI (Instituto Internacional de Investigación del Arroz)37, en condiciones de suficiente y bajo contenido de hierro, y las cultivamos con o sin HSAL al 0,05%. El tratamiento con HSAL al 0,05% aumentó la longitud de la raíz en 2,84 veces (p <0,05) y la longitud de los brotes en 1,82 veces (p <0,05) en condiciones bajas en hierro (Fig. 4e-g). En particular, bajo tratamiento bajo en hierro y HSAL, las raíces fueron incluso más largas que las cultivadas en condiciones de suficiente hierro sin HSAL (Fig. 4e, f). Consistentemente, la acumulación de hierro en la raíz y el brote aumentó 1,57 veces (p <0,05) y 1,17 veces (p <0,05) en el tratamiento con HSAL al 0,05% en condiciones de deficiencia de hierro (Fig. 4h, i). Estos resultados confirmaron que HSAL puede mejorar la biodisponibilidad del hierro para rescatar el crecimiento del arroz en condiciones de deficiencia de hierro. Además, el 0,05% de HSAL también aumentó significativamente la longitud de la raíz y la longitud de los brotes de las plántulas de arroz en condiciones de suficiente hierro (Fig. 4e-g). La acumulación de hierro en la raíz y el brote también aumentó drásticamente 2,12 veces (p <0,05) y 2,33 veces (p <0,05) con el tratamiento con HSAL al 0,05% en condiciones de suficiente hierro (Fig. 4h, i). Estos resultados indican que HSAL puede mejorar la disponibilidad de hierro para el crecimiento de las plantas tanto en condiciones de deficiencia como de suficiente hierro. Curiosamente, HSAL al 0,05% también aumentó significativamente la acumulación de calcio y cobre tanto en el brote como en la raíz, mientras que aumentó la acumulación de magnesio y zinc solo en las raíces (Figura complementaria 7). Estos resultados sugieren que HSAL puede tener una gran capacidad para mejorar la biodisponibilidad de nutrientes metálicos, especialmente el hierro en las plantas.

Para excluir la posibilidad de que estos efectos se debieran a que HSAL estuviera contaminado por estos nutrientes, comparamos el contenido de estos nutrientes en el sistema hidropónico IRRI con y sin HSAL al 0,05%. En condiciones de suficiente hierro, la concentración de hierro y calcio contenida en HSAL al 0,05% fue solo del 0,09% y el 0,02% de los elementos correspondientes en el medio IRRI (Tabla complementaria 2). Por lo tanto, el hierro y el calcio contenidos en HSAL al 0,05% fueron insignificantes para el contenido de nutrientes en el medio IRRI. En condiciones de deficiencia de hierro, las ollas contenían 561 µg de hierro pot-1, muy probablemente contaminado por otros compuestos químicos. Por lo tanto, 1,92 µg de hierro adicional en maceta de HSAL aumentaron la concentración total de hierro en el medio de crecimiento en un 0,05% de HSAL, lo que no representa el aumento en el hierro total de la planta de 27,75 µg de hierro en maceta (Tabla complementaria 3). Por lo tanto, HSAL aumenta la biodisponibilidad del hierro para mejorar la acumulación de hierro en el arroz.

Mientras que la planta monocotiledónea del arroz utiliza la estrategia II de absorción de hierro, las plantas dicotiledóneas utilizan una estrategia diferente (estrategia I)38. Por lo tanto, probamos si HSAL también podría mejorar la biodisponibilidad del hierro en la planta dicotiledónea modelo Arabidopsis thaliana. Para ello utilizamos medio agar con la mitad de Murashige y sal Skoog (MS). Nuestro tratamiento con HSAL al 0,05% aumentó significativamente el contenido de clorofila (1,31 veces, p <0,05) y la longitud de la raíz (3,08 veces, p <0,05) de Arabidopsis en condiciones de deficiencia de hierro (Fig. 5a-c). Además, encontramos que el HSAL al 0,05% también alivió los fenotipos de deficiencia de otros nutrientes metálicos como el calcio y el magnesio, aunque el efecto de recuperación fue menos pronunciado que el de la deficiencia de hierro (Figura complementaria 8). Al igual que en el arroz, en Arabidopsis también se encontró un aumento en la acumulación de nutrientes como hierro, calcio, magnesio y zinc mediante el tratamiento con HSAL al 0,05% (Figura complementaria 9). En esta condición de crecimiento, la concentración de hierro, calcio, magnesio y zinc contenida en HSAL al 0,05% fue solo del 0,06%, 0,01%, 0,01% y 0,01% de los elementos correspondientes en medio medio MS (Tabla complementaria 2), por lo que también fueron insignificantes para la absorción de nutrientes por parte de Arabidopsis. Consistentemente, el contenido de hierro de Arabidopsis aumentado con el tratamiento con HSAL en condiciones de deficiencia de hierro tampoco se derivó del hierro que contiene HSAL (Tabla complementaria 4). En general, estos resultados sugirieron que HSAL puede ser un quelante eficaz para mejorar la biodisponibilidad y la acumulación de hierro en Arabidopsis thaliana.

a Imágenes representativas que muestran el efecto de HSAL al 0,05% en la recuperación del fenotipo de deficiencia de hierro en diferentes mutantes defectuosos en la absorción de hierro de Arabidopsis. Las plántulas de Col-0 de tipo salvaje y los mutantes opt3-2, irt1-1 y fro2 se cultivaron en medio ½ MS (+Fe) y medio deficiente en hierro (-Fe) durante 10 días. b Contenido total de clorofila. Los gráficos representan la media con la desviación estándar (barras de error) y puntos de datos individuales (n = 3 réplicas biológicamente independientes). c Diagramas de caja y diagramas de dispersión que muestran la longitud de la raíz. Los cuadros representan el rango de percentil 25 al 75, las líneas blancas representan las medianas y los bigotes muestran el rango mínimo-máximo. Letras diferentes indican diferencias estadísticamente significativas basadas en ANOVA unidireccional y el análisis de la prueba HSD de Tukey (p <0,05) en b – e Efecto de diferentes concentraciones de EDTA-Na2 (0–1300 μM) en la recuperación de los fenotipos de deficiencia de hierro en animales salvajes. tipo Arabidopsis y diferentes mutantes defectuosos en la absorción y transporte de hierro (opt3-2, irt1-1 y fro2). Las plántulas se cultivaron en medio con suficiente hierro (½ MS con EDTA-Fe (III) 50 μM, pH = 5,7) o en medio deficiente en hierro (½ MS sin EDTA-Fe (III), pH = 5,7) durante 9 días. Contenido total de clorofila en condiciones de deficiencia de hierro d y condiciones suficientes de hierro e. N = 4 réplicas biológicamente independientes. f, g Longitud de la raíz en condiciones de deficiencia de hierro f y suficiente hierro g. Las líneas indican la media y la desviación estándar (barras de error). N = 15 plántulas. Letras diferentes indican diferencias estadísticamente significativas entre los genotipos d – g según el ANOVA unidireccional y el análisis de la prueba HSD de Tukey (p <0,05).

Diferentes quelantes pueden mejorar la absorción de hierro desde la superficie de la raíz al tejido vascular y su posterior translocación al brote39. Para examinar las vías de absorción de hierro quelado con HSAL en plantas, probamos si HSAL alivió la deficiencia de hierro en mutantes de Arabidopsis en los que la absorción de hierro está alterada (Fig. 5a). Estos incluían un mutante del transportador de hierro específico del floema opt3-240, un mutante del transportador de hierro de la membrana plasmática irt1-141 y un mutante de quelato reductasa férrica fro242. Descubrimos que HSAL al 0,05% recuperó significativamente el contenido de clorofila y la longitud de la raíz de opt3-2 al nivel de tipo salvaje, mientras que no recuperó el de irt1-1 y fro2 (Fig. 5b, c). Estos resultados indican que la absorción de hierro mediada por FRO2 e IRT1 es esencial para la absorción de hierro quelado con HSAL en la planta. El FRO2 localizado en la membrana plasmática reduce el quelato férrico extracelular a hierro ferroso42, que luego es transportado por IRT1 a través de la membrana plasmática hacia las células41. En conjunto, estos resultados indican que HSAL es un quelante de hierro férrico. Luego comparamos el efecto del conocido quelante de hierro EDTA con el efecto conferido por HSAL en todas estas líneas mutantes de Arabidopsis (opt3-2, irt1-1 y fro2). El patrón de recuperación de EDTA en los fenotipos de deficiencia de hierro en estos mutantes defectuosos en la absorción de hierro fue muy similar al de HSAL (Fig. 5d-g y Fig. 10 complementaria). Este resultado apoyó aún más el modelo de que, al igual que el EDTA, el HSAL puede servir como quelante del hierro férrico para mejorar la biodisponibilidad del hierro y rescatar el crecimiento de las plantas en condiciones de deficiencia de hierro.

La lignina natural es una macromolécula orgánica fenólica compleja que consta de unidades de fenilpropano unidas principalmente por enlaces carbono-oxígeno-carbono y enlaces carbono-carbono, que requieren alta energía para romperse43. Durante el proceso de biorrefinería, la lignina se puede condensar aún más formando nuevos enlaces carbono-carbono44. La SAL representa un tipo importante de lignina industrial producida en biorrefinerías, siendo una de las ligninas más condensadas22. Utilizando una reacción alcalina hidrotermal simple, cortamos los enlaces carbono-carbono y los enlaces carbono-oxígeno-carbono de la lignina condensada y convertimos SAL en HSAL22 soluble en agua. En este estudio, encontramos una fuerte reducción de grupos metoxi y un incremento de grupos hidroxilo fenólicos en HSAL y caracterizamos sus propiedades quelantes de metales. Es importante destacar que demostramos que HSAL actúa como un quelante de nutrientes sostenible para promover la biodisponibilidad y el crecimiento de los nutrientes metálicos de las plantas. Aunque se sabe desde hace mucho tiempo que el tratamiento alcalino (a diferentes niveles de alcalinidad, temperaturas y condiciones de presión) puede disolver la lignina44, ninguna investigación previa ha explotado este tipo de lignina disuelta en condiciones ácido-alcalinas para promover el crecimiento de las plantas. HSAL puede promover significativamente el crecimiento de las raíces y facilitar un aumento sustancial de la biomasa de raíces y brotes en plantas monocotiledóneas y dicotiledóneas, al mejorar la biodisponibilidad del hierro y también de otros nutrientes metálicos. HSAL mejora la biodisponibilidad del hierro de manera equivalente al conocido quelante de metales EDTA. Ambos quelantes requieren la actividad férrica reductasa FRO2 y el transportador IRT1 para facilitar la reducción del hierro férrico y mediar la entrada de hierro ferroso en las células vegetales. Sin embargo, debido a su naturaleza no biodegradable, los quelantes de hierro sintéticos, incluidos EDTA-Na2 y etidiaminedhefen acético-Na (EDDHA-Na), se acumulan en el suelo y están asociados con una serie de riesgos secundarios, como la sobrecarga de metales pesados ​​en agua y cultivos45,46,47. Por el contrario, es probable que HSAL se degrade de manera similar a las sustancias húmicas estructuralmente relacionadas en los suelos48. Numerosos estudios también han demostrado que otros materiales industriales derivados de la lignina, como los lignosulfonatos, que se producen como subproducto de la fabricación de pulpa de papel mediante el proceso de sulfito y nanopartículas a base de lignina, promueven el crecimiento vegetal, aunque los mecanismos subyacentes no están bien estudiados49. 50. Por lo tanto, HSAL representa un nuevo quelante de metales que se puede producir a un costo menor y de manera sostenible, ya que evita las emisiones de gases de efecto invernadero al quemar lignina residual. Por tanto, es un compuesto prometedor para sustituir a los agentes quelantes sintéticos en el futuro.

Como se muestra en el modelo de función de HSAL para mejorar el crecimiento de las plantas en la Fig. 6, proponemos dos pasos principales para que HSAL aumente la biodisponibilidad del hierro a través de la capacidad de quelación de metales. En primer lugar, HSAL podría quelar el hierro férrico en el medio para mejorar la movilidad del hierro, lo que aumenta la difusión del hierro al espacio apoplástico de la raíz y, por lo tanto, mejora la biodisponibilidad del hierro. En segundo lugar, HSAL podría quelar el hierro férrico apoplásico para evitar que el hierro precipite en las paredes celulares y así mejorar la biodisponibilidad del hierro. Este último mecanismo está respaldado por el resultado de que la entrada de hierro dependiente de HSAL a las células vegetales requiere la actividad de la reductasa férrica FRO2 y el transportador ferroso IRT1 en la planta no graminácea Arabidopsis de la Estrategia I. En las plantas de la Estrategia II, como el arroz, las raíces absorben hierro en forma de complejos de hierro férrico quelado con fitosideróforos. Sin embargo, no creemos que el hierro férrico quelado con HSAL entre directamente en las células vegetales, porque el peso molecular de HSAL es superior a 3500 (habíamos recolectado HSAL usando un tubo de celulosa con un límite de peso molecular de 3500), y las sustancias naturales derivadas de la lignina con Se ha sugerido que una fracción de alto tamaño molecular (Mw > 3500) no es absorbida directamente por las raíces51. Alternativamente, el hierro férrico podría liberarse de los complejos quelados de HSAL y transportarse a las células de la raíz en forma de complejos quelados de fitosideróforos.

La lignina de ácido sulfúrico (SAL) se convierte en un material a base de lignina soluble en agua (HSAL) mediante una reacción hidrotermal. Esta reacción no sólo corta los enlaces de los monómeros para despolimerizar la lignina, sino que también provoca la disminución de los grupos metoxi y el aumento de los grupos hidroxilo fenólicos. Esta estructura modificada hace que HSAL actúe como un quelante de hierro férrico sostenible que promueve el crecimiento de las plantas y la longitud de las raíces al quelar el hierro férrico para mejorar la biodisponibilidad del hierro en el medio de crecimiento y el espacio apoplástico tanto en arroz como en Arabidopsis. En la planta Arabidopsis de la Estrategia I, la reductasa férrica FRO2 reduce el hierro férrico quelado HSAL a hierro ferroso y luego se transporta a las células vegetales a través del transportador IRT1. En la planta de arroz de la Estrategia II, el hierro férrico podría liberarse de los complejos quelados de HSAL y transportarse a las células de la raíz a través de transportadores YSL en forma de complejos quelados de fitosideróforos.

La aplicación de HSAL también rescató el defecto de crecimiento de Arabidopsis thaliana causado por la deficiencia de diferentes nutrientes, incluidos Ca, Mg, Zn y Cu (Figura complementaria 8), y también aumentó las cantidades totales de estos nutrientes metálicos, especialmente Ca en los tejidos vegetales. (Figura complementaria 9). Por lo tanto, estos resultados indican que la función de HSAL no es específica del hierro, lo que es consistente con la capacidad quelante de metales de HSAL. Creemos que lo más probable es que HSAL mejore la movilidad de estos iones en el medio de crecimiento para aumentar la difusión de nutrientes metálicos a la superficie de la raíz y/o evitar la precipitación de hierro en las paredes celulares a través de su capacidad quelante, lo que conduce a una mayor biodisponibilidad de estos nutrientes metálicos para las plantas. .

En primer lugar, las condiciones y el costo para la producción de HSAL son relativamente simples y bajos. HSAL es un material de lignina de tamaño mediano (alrededor de 7,5 KD) que se convierte a partir del SAL preparado en el laboratorio con una reacción hidrotermal alcalina (solución de NaOH) a 280 °C durante 2 h. Si la lignina SAL residual producida en la industria de refinación de biomasa se utiliza para la producción de HSAL, puede aumentar el costo ya que se requieren procedimientos adicionales como la purificación y el aislamiento de los desechos industriales originales, pero podría reducir la cantidad de solución de NaOH posterior debido a consumo adicional de neutralización ácido-base. El costo de producción de HSAL se calculó en alrededor de 329 a 430 USD por tonelada según la conversión de laboratorio, y puede reducirse aún más a 139 a 213 USD por tonelada mediante la producción industrial a gran escala (consulte la sección de métodos para obtener más detalles). Este precio es mucho más bajo que los 3.500 a 350.000 dólares por tonelada de los agentes quelantes de metales sintéticos, incluidos EDTA, EDDHA y DTPA52. El costo de producción de HSAL también es mucho menor que entre 495 y 850 dólares por tonelada de lignosulfonato53. El proceso de producción y el coste de las nanopartículas basadas en lignina son más complicados y elevados54. En segundo lugar, existe una demanda potencialmente muy alta de producción de HSAL para aumentar los nutrientes metálicos y el crecimiento de los principales cultivos básicos. Por ejemplo, un tercio (alrededor de 520 millones de hectáreas) de la tierra cultivable mundial es suelo deficiente en hierro55, lo que requiere una gran cantidad de aditivos fertilizantes quelantes de hierro para mejorar el rendimiento y la calidad de los cultivos46. Potencialmente, se podrían aplicar hasta 17,9 millones de toneladas de HSAL por año a esta tierra cultivable con deficiencia de hierro en una concentración del 0,05%55. Según la tasa de conversión de HSAL del 46,7 % (Fig. 1), se necesitarían 38,2 millones de toneladas de lignina, lo que consumiría el 76,6 % de la lignina total (50 millones de toneladas) de los residuos industriales vertidos por la industria de la biorrefinería lignocelulósica en 20201. En tercer lugar, la aplicación de HSAL no sólo reduce las emisiones de carbono de las fábricas de biorrefinerías sino que también promete aumentar el almacenamiento de carbono en el suelo. Si la mayor parte de la lignina industrial se convirtiera en HSAL y se aplicara a suelos con deficiencia de hierro, se reducirían 116,8 millones de toneladas de emisiones de CO2 al evitar la quema del material original56. Además, el aumento del crecimiento de las raíces de las plantas podría mejorar el secuestro de carbono en los suelos57,58,59. Sin embargo, aún no se han desarrollado enfoques adecuados para mejorar la profundidad y la biomasa de los sistemas de raíces de los cultivos. Los efectos beneficiosos de HSAL podrían proporcionar una forma prometedora de contribuir a lograr este objetivo.

Para obtener lignina de ácido sulfúrico (SAL) de alta pureza que simule el subproducto de lignina de la biorrefinería lignocelulósica mediante el uso de ácido sulfúrico concentrado, utilizamos el método Klason para eliminar completamente la celulosa y otros carbohidratos en el polvo de madera mediante el uso de hidrólisis de ácido sulfúrico concentrado. Se extrajo un total de 12,5 g de polvo de madera (malla 60-100) de cedro japonés (Cryptomeria japonica) con la solución Soxhlet (benceno/etanol = 2:1) y se siguió la aplicación del método Klason (Norma TAPPI T-222, 2006). )22. Brevemente, se añadió ácido sulfúrico concentrado al 72 % a la solución y se incubó a temperatura ambiente durante 30 min; luego el ácido sulfúrico se diluyó al 3% con agua y la reacción se realizó en un baño de aceite a 90 °C durante 90 minutos, el sustrato insoluble resultante fue SAL. Después de eso, se selló una mezcla que contenía 500 mg de SAL, 500 mg de NaOH y 15 ml de agua en un tubo de acero inoxidable con un volumen interno de 50 cm3 y se calentó a 280 °C durante 2 h. Después de la reacción, el tubo de acero inoxidable se enfrió inmediatamente a temperatura ambiente mediante inmersión en un baño de agua. La mezcla de reacción se filtró usando un filtro 1G3 (Sekiya, Tokio, Japón) para obtener la forma líquida de la SAL tratada hidrotermalmente (llamada HSAL). La solución HSAL se recogió cuidadosamente y se dializó usando un tubo de celulosa con un límite de peso molecular de 3500 (Tubing TM 3500; Bio-Design, Carmel, NY, EE. UU.) para eliminar los reactivos inorgánicos. El polvo de HSAL se obtuvo mediante un proceso de liofilización. La solubilidad de HSAL se determinó por la cantidad disuelta en 100 g de agua ultrapura cuando alcanzó la saturación a temperatura ambiente (25 °C)60.

Las diferencias generales en los grupos funcionales de SAL y HSAL se determinaron mediante análisis espectroscópico de espectroscopía infrarroja por transformada de Fourier (FT-IR) utilizando un SHIMADZU8400s (Kyoto, Japón) en la región entre 400 y 4000 cm-1 con una resolución de 4 cm-1. y 32 escaneos. Cada muestra se preparó utilizando el método del bromuro de potasio61. El contenido de metoxi de SAL o HSAL se midió utilizando un método TAPPI modificado (Estándar TAPPI T209 su-72, 2016). Brevemente, 3 mg de SAL o HSAL reaccionaron con ácido yodhídrico (57%, p/p) en un vial de vidrio sellado a 130 °C durante 20 minutos para generar yoduro de metilo. El contenido de yoduro de metilo se determinó mediante un detector de ionización de llama por cromatografía de gases (GC-FID, GL Sciences, Tokio, Japón) con una columna capilar TC-1 (60 m × 0,25 mm de diámetro interior; GL Sciences) con un flujo portador de N2. La comparación cuantitativa relativa del contenido de metoxi se basó en la determinación de SAL o HSAL con yoduro de metilo (se usó yoduro de etilo disuelto en una solución de tetraclorometano como solución estándar).

La cantidad total de grupos hidroxilo libres en SAL o HSAL se determinó mediante el método de acetilación62. Se hicieron reaccionar 0,2 g de SAL o HSAL con el reactivo de acetilación (que contiene 1 ml de anhídrido acético y 1 ml de piridina) a 50 °C durante 48 h, luego se agregaron 2 ml de acetona y 2 ml de agua, y luego se usó una solución de NaOH 0,01 M para determinar el contenido de ácido acético mediante valoración potenciométrica. El grupo hidroxilo libre total se calculó basándose en el consumo de una solución de NaOH 0,01 M. La distribución de grupos hidroxilo fenólicos y grupos hidroxilo alcohólicos de HSAL se caracterizó en función de la cantidad de protones de acetato alifático y fenólico registrados utilizando espectros de RMN 1H (Bruker AVANCE 400 MHz, Alemania) de HSAL acetilado. La cuantificación de los acetatos alifáticos (1,6–2,1 ppm) y los acetatos fenólicos (2,1 ppm a 2,6 ppm) se logró mediante la integración de picos en comparación con los picos del estándar interno de dibromometano (4,9 ppm). Como el SAL parece ser casi insoluble en reactivos orgánicos de RMN y difícil de detectar mediante métodos de RMN, el contenido de hidroxilo fenólico del SAL se determinó mediante el método de amonólisis selectiva62. Brevemente, primero se acetiló el grupo hidroxilo de SAL mediante un reactivo de acetilación (que contiene 1 ml de anhídrido acético y 1 ml de piridina) y se agitó a temperatura ambiente bajo protección de nitrógeno durante 48 h, luego se aplicó una cantidad conocida de estándar interno N-propionilpirrolidina (0,1 M) se añadió a una solución de pirrolidina para la amonólisis del grupo acetilo. La cantidad de N-acetilpirrolidina generada al comienzo de la reacción se determinó mediante un análisis de cromatografía de gases (Shimadzu GCMS-QP 2010) y se utilizó para obtener el contenido de hidroxilo fenólico de SAL. La cantidad de grupos metoxi, grupos hidroxilo fenólicos y grupos hidroxilo alcohólicos por 100 unidades C9 se calculó basándose en el análisis cuantitativo de esos grupos funcionales y el grado de polimerización en la lignina que se convirtió a partir del peso molecular promedio de SAL o HSAL.

Para obtener complejos quelantes de metales HSAL, se disolvieron 0,2 g de HSAL en 20 ml de agua ultrapura y se agregaron 0,1 M de FeSO4 (15,19 g), FeCl3 (16,22 g) o CaCl2 (11,09 g), respectivamente. Luego se agitó a temperatura ambiente durante 6 h. El líquido se introdujo en la membrana de celulosa, se enjuagó con agua durante 96 h y se liofilizó (FM25EL, SP Industries, EE. UU.) para recolectar los diferentes complejos quelantes de HSAL. La composición de los elementos y el estado de valencia de los elementos de HSAL y sus complejos quelantes se analizaron utilizando un espectrómetro fotoelectrónico de rayos X (XPS, ESCALAB MARK II, VG Instruments, Reino Unido) con Al Kα monocromatizado (hυ = 1253,6 eV). El espectrómetro se calibró mediante la energía de enlace (50,0 eV) de Au 4f7/2 con referencia al nivel de Fermi. Las muestras se montaron en una cinta de carbono conductora sujeta en un soporte de muestra de cobre y se transfirieron directamente a la cámara de análisis. Las líneas XPS se calibraron utilizando el pico C 1 s a 284,8 eV que estaba presente en la superficie de todas las muestras. El pico del modelo para describir líneas de nivel central XPS para el ajuste de curvas fue un producto de las funciones gaussianas y lorentzianas. El análisis del grupo funcional de diferentes complejos quelantes de HSAL se realizó mediante espectroscopía FT-IR (Vertex 70, Bruker, Alemania). La región entre 4000 cm-1 y 800 cm-1 se registró con una resolución de 4 cm-1 y 32 exploraciones utilizando gránulos de KBr61.

Para probar si los materiales híbridos cristalinos formados en HSAL y HSAL quelados con FeCl3, se realizó un análisis de difracción de rayos X en polvo (XRPD) utilizando un difractómetro Escalab 250Xi (Thermo Fisher, Reino Unido) con radiación Cu Kα equipado con un sólido de Si(Li). detector de estado. El rango angular registrado fue de 5° a 70° (2θ) con un ancho de escaneo de 0,05° en 2 s por paso34. Se realizó un espectrofotómetro Nicolet 5PCFT-IR equipado con un accesorio ATR (diamante) para espectros infrarrojos en un rango de 400 a 4000 cm–1. Para observar más a fondo las diferencias micromorfológicas y el mapeo de elementos de HSAL y HSAL quelado con FeCl3, se utilizó un microscopio electrónico de transmisión (TEM) Tecnai G2 F20 S-TWIN (FEI, EE. UU.) que funciona a 200 kV con un sistema de energía dispersiva Oxford X-MaxN 80 T X. Se utilizó un detector de espectrómetro de rayos (EDS) para caracterizar la composición atómica en posiciones específicas35. Las muestras se prepararon moliendo los polvos y colocándolos sobre una película de carbón perforada.

Para cuantificar el valor de quelación del hierro de HSAL y EDTA, se disolvieron 0,1 g de HSAL o EDTA en 10 ml de agua destilada con un indicador (ácido sulfosalicílico al 5%) y se tituló con una solución estándar de NH4Fe(SO4)2 0,01 M. El punto final de la titulación se indicó mediante el cambio de color de la solución de amarillo a rojo claro. Para determinar el valor de quelación del calcio de HSAL y EDTA, se disolvieron 0,1 g de HSAL o EDTA en 10 ml de agua destilada, complementados con 1 ml de solución tampón de amoníaco-cloruro de amonio compuesta por cloruro de amonio 1 M y amoníaco al 9,8% a pH 10. , y un indicador (azul ácido de germanio K: verde naftol B: cloruro de potasio = 1:2:40), y luego se titula con una solución de acetato de calcio 0,2 M. El punto final de la titulación se indicó mediante el cambio de color de la solución de azul brillante a rojo púrpura. Los valores de quelación de Ca2+ y Fe3+ de HSAL y EDTA se calcularon en función del consumo de titulación.

Plántulas de tres variedades diferentes de arroz Oryza sativa L. japonica (Nipponbare, Taichung 65 y Kasalath); En este estudio se utilizaron maíz (Zea mays L.), acceso de Arabidopsis thaliana Columbia-0 (Col-0) y mutantes irt1-141, frd1-1 (fro2)42 y opt3-240.

Las semillas de arroz se esterilizaron mediante remojo en una solución de Benlate (2,5 g L–1) y vernalización a 28 °C durante 3 días. Estas plántulas de arroz se transfirieron a un sistema de crecimiento hidropónico con diferentes concentraciones de HSAL (0%, 0,01%, 0,05% y 0,1%) disueltas en agua filtrada sin nutrientes adicionales en una caja de plástico opaca y se cultivaron en una cámara de crecimiento (MLR351). , Sanyo, Japón) a 28 °C en condiciones de día largo (16 h de luz 16000 Lux 28 °C/8 h de oscuridad 25 °C) durante 14 días. Se tomaron imágenes de plántulas de arroz (n = 12) con una cámara digital (D90, Nikon, Japón). La longitud de las raíces y la longitud de los brotes de las plántulas de arroz se midieron con una regla. Se utilizó el peso seco del tejido vegetal para medir la biomasa.

Para experimentos de deficiencia de hierro en arroz, las semillas de arroz se sumergieron dos veces durante 10 minutos en una solución de peróxido de hidrógeno al 10 % (7722-84-1, SCR, China) y se esterilizaron con hipoclorito de sodio al 10 % (7681-52-9, SCR, China). durante 15 min con agitación. Estas plántulas de arroz se vernalizaron a 28 °C durante 3 días antes de transferirlas a la solución hidropónica IRRI con deficiencia de hierro (sin agregar EDTA-Fe(II)) o suficiente hierro (EDTA-Fe(II) 36 µM) (la solución nutritiva hidropónica se vernalizó). basado en la receta del Instituto Internacional de Investigación del Arroz) con o sin 0,05% de HSAL en una caja de plástico opaco y cultivado en una cámara de crecimiento (GXZ-500C-3, Jiangnan, China) con condiciones de día largo (16 h de luz 16000 Lux 28 °C/8 h oscuridad 25 °C) durante 10 días. La longitud de la raíz y la longitud de los brotes de las plántulas de arroz (n = 12) se midieron con una regla. Se tomaron muestras de raíces y tallos por separado y se secaron para su posterior análisis elemental.

Se esterilizaron semillas de maíz (Zea mays L.) mediante tratamiento con una solución diluida de H2O2. Las semillas esterilizadas se germinaron en papel de filtro húmedo en la oscuridad a 25 °C durante 4 días. Luego, las plántulas de maíz se transfirieron para crecer en suelo recolectado del campus de Higashiyama de la Universidad de Nagoya (coordenada GPS: 35°10'00.00“N, 136°55'00.00“E), y se colocaron en una cámara de crecimiento que suministra 8 h de luz 16000 Lux 19°. C/16 h oscuridad 17 °C durante 2 semanas. Las plántulas de maíz (n = 11) se regaron con agua filtrada (control), 0,4% de fertilizante (HYPONex, diluido 250 veces) (grupo de fertilizantes), 0,4% de HSAL (grupo HSAL) o una combinación de 0,4% de fertilizante y 0,4% de HSAL. % de HSAL (fertilizante + grupo HSAL), respectivamente, una vez (200 ml) cada 2 días. Después de 14 días de siembra, se extrajeron las raíces y se enjuagaron con agua. La longitud de las raíces se midió con una regla suave y el peso seco del tejido vegetal se midió para obtener la biomasa.

Las semillas de Arabidopsis se esterilizaron en superficie usando un desinfectante de hipoclorito de sodio al 1% y se vernalizaron a 4 °C durante 2 días. Luego, estas semillas se sembraron en placas que contenían ½ sal de Murashige y Skoog (MS) con agar al 1%. Las placas se colocaron verticalmente en una cámara de crecimiento (GXZ-380C-4, Jiangnan, China) a 22 °C con ciclos de 16 h de luz/8 h de oscuridad. Para el tratamiento con HSAL, se añadió una concentración de 0,05% (m/m) de HSAL a ½ medio MS. Para los experimentos de deficiencia de nutrientes, el nutriente correspondiente como se indica en las figuras se eliminó de la ½ sal MS. Para el tratamiento con EDTA, se agregaron diferentes concentraciones de EDTA-Na2 como se indica en la figura al medio ½ MS con o sin deficiencia de hierro. Las imágenes de las plántulas (n = 12) fueron tomadas con una cámara (Nikon, D5600, Japón) cuando crecieron durante 10 días. La longitud de la raíz se analizó con Image J (https://imagej.net/imagej-wiki-static/Fiji).

Las plántulas de arroz se cultivaron en agua con o sin HSAL al 0,05 % durante 7 días. Los segmentos de raíz principales (de 1,5 mm a 8,5 mm desde la punta de la raíz) de estas plántulas se recolectaron y deshidrataron utilizando series de etanol al 30%, 50%, 70%, 95% y 100% durante 30 minutos en cada paso. Se cambió dos veces el etanol al 100% y el tejido se almacenó durante la noche a 4 °C y se embebió en resina epoxi (EPON812; TAAB, Berkshire, Reino Unido). Se cortaron secciones transversales de aproximadamente 1 µm de espesor con un cuchillo de vidrio en un ultramicrótomo (Ultracut N; Reichert, Viena, Austria) para la observación Cryo-SEM. La muestra congelada se fijó en un soporte de muestra, se cortó en la caja de guantes (por debajo de -30 °C) bajo una atmósfera seca de N2 y se transfirió al microscopio electrónico de barrido criogénico (Cryo-SEM, S-3400N-T3, Hitachi, Tokio, Japón) a través de lanzaderas de transferencia de vacío criogénico (TRIFT III, ULVAC-PHI Inc., Kanagawa, Japón). La morfología celular se observó con Cryo-SEM63.

Las plántulas de arroz se cultivaron en agua durante 5 días, luego se transfirieron a una solución de HSAL al 0,05 % durante 1,5 h, 3 h, 6 h, 12 h, 24 h, 72 h y 192 h en la cámara de crecimiento. Se utilizó tinción de fluorescencia EdU para indicar la proliferación celular en la punta de la raíz64. La tinción EdU (ThermoFisher, A10044) se realizó siguiendo los protocolos del fabricante. En resumen, las plántulas de arroz se sumergieron en EdU 5 μM durante 2 h. La punta de la raíz de hasta 5 mm de estas raíces teñidas con EdU se cortó y se fijó con FAA al 4% y se infiltró al vacío durante 10 minutos. Después de saturar la membrana y reaccionar con el cóctel de reacción, las muestras se tiñeron con DAPI a temperatura ambiente durante 20 minutos. La fluorescencia de EdU para cada muestra de raíz se observó utilizando un microscopio de barrido láser confocal (FV1200, Olympus, Japón) a 454 nm después de la deshidratación mediante concentraciones escalonadas de etanol y MES (salicilato de metilo).

Se cultivaron plántulas de arroz (Oryza sativa L. Nipponbare) en agua durante 7 días. Puntas de raíces (alrededor de 5 mm) de plántulas de arroz (28 puntas de raíces por grupo) con o sin tratamiento HSAL durante 12 h. Extrajimos el ARN total de las puntas de las raíces con el reactivo TRIzol (Invitrogen) siguiendo las instrucciones del fabricante. El ARN total se sometió a preparación de biblioteca con el kit de secuenciación de ARNm de cadena Truseq (Illumina Inc.) y luego se sometió a secuenciación de extremo único con la plataforma Illumina Novaseq 6000. Las lecturas sin procesar se filtraron para obtener lecturas de alta calidad sin secuencias adaptadoras y lecturas de baja calidad (que contienen más del 10% de N o recortan los extremos de lecturas con baja calidad de secuenciación (

Se cultivaron plántulas de arroz (Oryza sativa L. Nipponbare) en agua durante 7 días. Se recogieron las puntas de las raíces (alrededor de 5 mm) de plántulas de arroz (12 puntas de las raíces como grupo) con o sin tratamiento con HSAL durante 12 h para el aislamiento del ARN. Se analizaron seis réplicas biológicas para cada tratamiento. El ARNm total de las puntas de las raíces se extrajo utilizando el kit de aislamiento de ARN total de plantas FastPure (código nº RC401-01, Vazyme, China). Se utilizó un total de 150 ng de ARN para sintetizar el ADNc de la primera cadena mediante HiScript II Q Select RT SuperMix para qRT-PCR (+ limpiador de ADNg) (código n.º R223-01, Vazyme, China). Se utilizó Pro Universal SYBR qPCR Master Mix (código nº Q712-02, Vazyme, China) para preparar la mezcla de reacción. La PCR se realizó en un sistema de PCR en tiempo real StepOnePlus (código n.º 4376600, Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, Estados Unidos). Los cebadores para qRT-PCR se enumeraron en Datos complementarios 2 (Sangon Biotech, China). La especificidad de los cebadores se confirmó mediante análisis de la curva de fusión. eLF-4α se utilizó como referencia interna.

Se congelaron aproximadamente 20 mg de hojas frescas de plántulas de Arabidopsis de 10 días de edad con nitrógeno líquido y se trituraron (Scientz-48 Touch Display High Throughput Tissuelyser, Ningbo, China) con perlas de acero en tubos de 2 ml, luego se agregaron 1,8 ml de tampón de extracción. se añadió (etanol: acetona: agua = 4,5:4,5:1; v/v) y se agitó (agitador orbital TS-3D, Kylin-Bell, China) en la oscuridad a temperatura ambiente durante 15 minutos. Se usó 1 ml de sobrenadante para medir el contenido de clorofila después de centrifugar las muestras a 6000 rpm durante 30 s. La absorbancia de la clorofila se midió a longitudes de onda de 645 nm y 663 nm utilizando un espectrofotómetro ultravioleta (The SpectraMax® i3x Multi-Mode Microplate Reader, Molecular Devices, LLC.). El contenido total de clorofila se calculó con la fórmula: (20,29*A645 + 8,05*A663) *v/w*100068.

El polvo de HSAL (20 mg) se digirió con 4 ml de HNO3 y 2 ml de H2O2 utilizando un sistema de digestión por microondas (MARS6, CEM Microwave Technology Ltd., EE. UU.) hasta que el líquido estuvo claro y transparente. Este se diluyó con agua ultrapura hasta un volumen final de 10 ml. Los contenidos de K, Ca, Mg, Fe, Cu y Zn en el líquido de digestión se detectaron mediante espectrometría de masas con plasma acoplado inductivamente (ICP-MS Nexion300xx, Perkin Elmer, Inc., EE. UU.). Las plántulas de 10 días de Arabidopsis thaliana y arroz (Oryza sativa L. japonica. Nipponbare) se lavaron usando la solución limpiadora (EDTA-Na2 10 mM) durante 30 min y posteriormente se enjuagaron con agua ultrapura, luego se dividieron en raíces y brotes. . Las muestras se secaron a 70 °C durante 48 h y se pesaron. Las muestras secas se incubaron con 2 ml de HNO3 concentrado a alta temperatura (máx. 220 °C para Arabidopsis thaliana y 280 °C para arroz) hasta que el líquido estuvo claro y transparente. Luego las muestras se diluyeron con agua ultrapura hasta un volumen final de 10 ml. Los contenidos de Ca, Mg, Fe, Cu y Zn en el líquido de digestión se detectaron utilizando un espectrómetro de emisión atómica de plasma por microondas (4210-MP-AES; Agilent Technologies, EE. UU.).

El cálculo del costo de la conversión de HSAL se basó en las condiciones experimentales actuales: 3% de SAL (base acuosa) tratado con la misma masa de NaOH a 280 °C durante 2 h, y el rendimiento de SAL convertido en HSAL por reacción hidrotermal es del 46,7%. . En consecuencia, el costo de producción diario69 de una tonelada de HSAL se determinó considerando el consumo de energía del correspondiente líquido mixto SAL-NaOH (capacidad calorífica específica del 3% NaOH (c): 0,95 kcal. (kg °C)-1) hidrotermal. tratamiento (convertido en equivalente de carbón estándar (2,93 × 104 kJ kg-1), entre 107 y 122 dólares por tonelada70) y el consumo de material causado por la adición de NaOH (reciclado, calculado con una pérdida del 10 % cada vez, entre 300 y 600 dólares por tonelada ( Dadao Chemicals Co., Ltd.)). En el escenario de producción industrial a gran escala, la concentración de aditivo de SAL se aumentaría al 10% (capacidad calorífica específica de NaOH (c) al 10%: 0,89 kcal. (kg °C)-1) para mejorar aún más la eficiencia de la producción y reducir costos. Bajo la premisa de que las condiciones de tratamiento de la reacción hidrotermal son consistentes, se calculó el costo de producción diario de una tonelada de HSAL.

c(SAL-NaOH): Capacidad calorífica específica del líquido mixto SAL-NaOH correspondiente;

m(SAL-NaOH): Masa total del líquido mixto SAL-NaOH correspondiente;

T2: Temperatura objetivo de la reacción hidrotermal (°C);

T1: Temperatura de inicio de la reacción hidrotermal (°C);

Q (Std.Coal): Poder calorífico del carbón estándar (2,93 × 104 kJ kg−1);

P (Std.Coal): Precio medio de mercado del carbón estándar;

m (SAL): Masa del SAL invertido (aquí se supone 1 tonelada);

P (NaOH): Precio medio de mercado del NaOH;

Rendimiento de HSAL: Rendimiento de HSAL producido por conversión hidrotermal (Calculado a un rendimiento de laboratorio del 46,7%).

Todos los valores se presentaron como medias ± desviación estándar (DE) y diagramas de caja. Los experimentos se realizaron al menos para tres réplicas biológicas (el número de muestras para cada valor se indicó en cifras o leyendas de figuras) y se repitieron dos veces. Para los diagramas de caja, las cajas representan el rango de percentil 25 al 75, las líneas blancas representan las medianas y los bigotes muestran el rango mínimo-máximo. Los análisis estadísticos entre grupos se analizaron con la prueba t de Student (p <0,05) utilizando GraphPad Prism 9 (software GraphPad) para Windows. Las diferencias significativas para comparaciones múltiples para experimentos de un solo punto se determinaron mediante ANOVA unidireccional o bidireccional con la prueba HSD de Tukey como se indica en las leyendas de las figuras. Todas las pruebas estadísticas utilizadas fueron bilaterales en este estudio.

Más información sobre el diseño de la investigación está disponible en el Resumen del informe de Nature Portfolio vinculado a este artículo.

Los datos que respaldan este estudio están disponibles en el documento y en los archivos de información complementaria. Los datos subyacentes a las figuras 1b-f, 2b-f, 3b-g, 3i-l, 4b-d, 4f-i, 5b-g y las figuras complementarias. 2a, 3b-g, 4b-g, 4b-d, 5b-d, 5f-g, 6a-d, 7a-h, 9a-h, así como la Tabla complementaria 1-4 generada en este estudio se proporcionan en la Archivo de datos de origen. Los conjuntos de datos sin procesar de RNA-seq de Oryza sativa utilizados en este estudio están disponibles en la base de datos GEO con el código de acceso GSE224234. Los datos originales se proporcionan con este documento.

Todos los códigos utilizados en este estudio están disponibles abiertamente en Zenodo (https://doi.org/10.5281/zenodo.7912947)71.

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Agradecemos a Xuhai Zhu (Instituto Dalian de Física Química, Academia China de Ciencias), Xiao Jiang (Universidad Estatal de Carolina del Norte) y otros miembros del laboratorio Li y el laboratorio Matsushita por sus valiosas discusiones y comentarios; Guoqing Zhu (Centro de Microscopía Electrónica, Universidad de Zhejiang) por su ayuda con el análisis TEM; Lijuan Mao (Centro de Análisis de Agrobiología y Ciencias Ambientales, Facultad de Agricultura, Ciencias de la Vida y el Medio Ambiente, Universidad de Zhejiang) para el análisis FT-IR; Jianli Shen (Centro Experimental de Ciencia e Ingeniería de Materiales, Universidad de Zhejiang) para el análisis XPRD; Hanjie Zhang (Instituto de Física de la Materia Condensada de la Universidad de Zhejiang) para el análisis XPS. Este trabajo cuenta con el apoyo de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (Nos. 32172656 y U21A20234, a BL), la Fundación de Ciencias Naturales de la Provincia de Zhejiang (No. LZ22C020002, a BL), los Fondos de Investigación Fundamental para las Universidades Centrales (226- 2022-00084, a BL), la Sociedad Japonesa para la Promoción de la Ciencia KAKENHI (subvención n.º 18H03959, a YM) y por la fundación Emachu (a YM).

Laboratorio clave del Ministerio de Educación sobre remediación ambiental y salud ecológica, Facultad de ciencias ambientales y de recursos, Universidad de Zhejiang, Hangzhou, Zhejiang, China

Qiang Liu, Zhihang Feng, Yihui Xiao, Xianyong Lin y Baohai Li

Escuela de Graduados en Ciencias Bioagrícolas, Universidad de Nagoya, Nagoya, Japón

Qiang Liu, Tsubasa Kawai, Dan Aoki, Kazuhiko Fukushima y Yasuyuki Matsushita

Centro Internacional para la Investigación y la Educación en Agricultura, Universidad de Nagoya, Nagoya, Japón

Yoshiaki Inukai

Centro Internacional de Investigación sobre Biología de Membranas Ambientales, Departamento de Horticultura, Universidad de Foshan, Foshan, China

Weiming Shi

Laboratorio Estatal Clave de Suelos y Agricultura Sostenible, Instituto de Ciencias del Suelo, Academia China de Ciencias, Nanjing, China

Weiming Shi

Laboratorio de Biología Celular y Molecular de Plantas, Instituto Salk de Estudios Biológicos, La Jolla, CA, EE. UU.

Wolfgang Busch

Instituto de Agricultura, Universidad de Agricultura y Tecnología de Tokio, Fuchu-shi, Tokio, Japón

Yasuyuki Matsushita

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QL, YI, YM y BL concibieron y diseñaron los proyectos. QL, YM, TK y DA realizaron los experimentos, QL, TK, YI, DA, ZF, YX, YM y BL analizaron los datos. YI, KF, XL, YM y BL contribuyeron con materiales y herramientas. QL, WS, WB, YM y BL escribieron el artículo con contribuciones de todos los autores.

Correspondencia a Yasuyuki Matsushita o Baohai Li.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Nature Communications agradece a Xin-Yuan Huang, Paolo Pelagatti y otros revisores anónimos por su contribución a la revisión por pares de este trabajo. Un archivo de revisión por pares está disponible.

Nota del editor Springer Nature se mantiene neutral con respecto a reclamos jurisdiccionales en mapas publicados y afiliaciones institucionales.

Acceso Abierto Este artículo está bajo una Licencia Internacional Creative Commons Attribution 4.0, que permite el uso, compartir, adaptación, distribución y reproducción en cualquier medio o formato, siempre y cuando se dé el crédito apropiado a los autores originales y a la fuente. proporcione un enlace a la licencia Creative Commons e indique si se realizaron cambios. Las imágenes u otro material de terceros en este artículo están incluidos en la licencia Creative Commons del artículo, a menos que se indique lo contrario en una línea de crédito al material. Si el material no está incluido en la licencia Creative Commons del artículo y su uso previsto no está permitido por la normativa legal o excede el uso permitido, deberá obtener permiso directamente del titular de los derechos de autor. Para ver una copia de esta licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Reimpresiones y permisos

Liu, Q., Kawai, T., Inukai, Y. et al. Un material derivado de la lignina mejora la biodisponibilidad y el crecimiento de los nutrientes de las plantas a través de su capacidad quelante de metales. Nat Comuna 14, 4866 (2023). https://doi.org/10.1038/s41467-023-40497-2

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Recibido: 17 de enero de 2023

Aceptado: 31 de julio de 2023

Publicado: 11 de agosto de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-023-40497-2

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